来源：Semantic Scholar | 编译：DNA Lab Space
**导语**
S-腺苷甲硫氨酸（SAM）作为重要的甲基供体，在医药和保健品领域需求持续增长。传统微生物发酵法生产SAM的效率瓶颈长期制约其工业化进程。近期，一项发表于*Bioresources and Bioprocessing*的研究通过系统代谢工程策略，对酿酒酵母（*Saccharomyces cerevisiae*）进行多维度改造，显著提升了SAM的胞内积累水平。该工作整合了中心代谢途径强化、前体供给优化、产物降解途径阻断及发酵过程控制，为SAM的绿色生物制造提供了全新高效细胞工厂。
研究背景
S-腺苷甲硫氨酸（S-adenosylmethionine，SAM）广泛参与生物体内转甲基、转硫和转氨丙基等生化反应，是仅次于ATP的第二大辅酶因子。临床上，SAM被用于治疗抑郁症、肝病及骨关节炎等疾病，全球市场规模持续扩大。目前SAM的工业生产主要依靠微生物发酵法，酿酒酵母因遗传背景清晰、操作体系成熟而成为首选宿主。然而，野生型菌株的SAM产量极低，代谢途径受到严格调控，前体供给不足、产物迅速降解以及反馈抑制等问题导致发酵效价难以突破。
长期以来，研究者尝试通过单一基因操作或简单培养优化提高SAM产量，但效果有限。SAM的生物合成涉及蛋氨酸与ATP的缩合反应，由SAM合成酶（由*SAM2*基因编码）催化，而SAM的降解则由SAM脱羧酶（*SPE2*）和SAM依赖性甲基转移酶等介导。此外，胞内ATP和蛋氨酸的可利用性对SAM积累至关重要。系统代谢工程为克服这些限制提供了可能，即通过全局重构微生物的代谢网络，协同优化多个靶点，达到合成通量的最大化。
Tan等人的最新研究正是基于这一理念，利用酿酒酵母BY4741为底盘，实施“推-拉-阻”策略：增强合成途径的“推力”，提升前体供应的“拉力”，并阻断分解与竞争途径的“阻力”。文章所报道的系统改造方案及发酵放大结果，代表了SAM生物合成研究领域的一项重要进展（*Bioresour. Bioprocess.* 2025, DOI: 10.1186/s40643-025-00858-9）。
研究方法
该研究的技术路线清晰，以模块化工程改造为主线，辅以发酵工艺优化，具体流程如下：
**1. 宿主与质粒系统**
以酿酒酵母BY4741（*MATa his3Δ1 leu2Δ0 met15Δ0 ura3Δ0*）为出发菌株，利用其蛋氨酸营养缺陷型（*met15Δ0*）作为筛选标记。基因过表达通过高拷贝2μ质粒实现，启动子选用强组成型*TDH3*和*PGK1*启动子；基因敲除则采用CRISPR/Cas9系统，设计特异性sgRNA质粒实现无痕敲除。
**2. 合成途径强化（推力模块）**
首先将内源*SAM2*基因克隆至pYES2衍生载体，通过强启动子驱动过表达；同时引入来源于*E. coli*的蛋氨酸腺苷转移酶基因*MAT*，比较不同来源酶的催化效率。共表达策略被用于同时提升*SAM2*和*MAT*，以最大化催化蛋氨酸和ATP生成SAM的能力。
**3. 前体供给优化（拉力模块）**
针对ATP供给，过表达酿酒酵母磷酸果糖激酶（*PFK1*）和丙酮酸激酶（*PYK1*）基因，增强糖酵解通量；同时弱化腺苷酸激酶（*ADK1*）的表达，减少ATP向ADP的无效循环。在蛋氨酸代谢方面，敲除蛋氨酸转硫途径关键基因*CYS4*（胱硫醚β-合成酶），使碳流重定向至蛋氨酸合成；过表达*MET6*（蛋氨酸合酶）和*MET14*（腺苷酰硫酸激酶），强化硫同化及蛋氨酸合成通路。
**4. 降解途径阻断（阻力模块）**
利用CRISPR/Cas9依次敲除*SPE2*（SAM脱羧酶）、*SAH1*（S-腺苷同型半胱氨酸水解酶）和*MHT1*（SAM-同型半胱氨酸甲基转移酶），以阻断SAM向多胺合成及甲基循环的消耗，维持胞内SAM的高浓度池。
**5. 辅因子平衡与转运体工程**
考虑到SAM合成消耗ATP，该研究还调节了NADH/NAD⁺平衡，过表达外源NADH氧化酶（NOX）以促进ATP再生。同时，评估了蛋氨酸通透酶基因*MUP1*的过表达效果，旨在增强外源蛋氨酸摄取速率，并敲除*SAM3*（SAM跨膜转运蛋白），防止SAM向胞外流失。
**6. 发酵条件优化**
在摇瓶水平对重组菌株进行碳氮源种类、蛋氨酸添加浓度、pH、温度等关键参数的单因素实验；随后在5 L发酵罐中采用补料分批培养策略，通过指数流加葡萄糖并配合蛋氨酸脉冲补料，使细胞维持高密度和高SAM生产强度。过程中实时检测溶氧、pH、残糖和SAM含量，建立最佳发酵工艺。
研究结果
经过系统改造，最终获得的工程菌株展示了优异的SAM生产性能，核心数据如下：
**合成途径强化的叠加效应**
单独过表达*SAM2*使SAM产量从野生型的不足0.1 g/L提升至约1.2 g/L；引入大肠杆菌*MAT*基因后进一步提高至1.8 g/L，显示异源酶具有更高的催化活性或缓解了反馈抑制。当将*SAM2*与*MAT*共表达时，摇瓶中SAM积累量达到2.5 g/L，较出发菌株提高约25倍，证明“双基因推动”策略有效打破了合成瓶颈。
**前体工程显著提升代谢通量**
敲除*CYS4*后，蛋氨酸可用性改善，SAM产量额外增加35%；联合过表达*MET6*和*MET14*，胞内蛋氨酸浓度提高约4倍。ATP供给模块改造效果同样显著：*PFK1*与*PYK1*过表达菌株的胞内ATP含量上升了2.1倍，相应SAM产量增至3.6 g/L。进一步弱化*ADK1*使ATP维持在更高水平，SAM达到4.2 g/L（摇瓶）。可见ATP和蛋氨酸的双重供给保障是SAM高效合成的关键前提。
**降解途径阻断释放积累潜力**
依次敲除*SPE2*、*SAH1*和*MHT1*后，胞内SAM的胞外分泌减少，积累量显著上升。三重敲除菌株摇瓶产量达5.8 g/L，比仅过表达合成途径的菌株又提高了38%。这一结果证实，切断SAM向多胺和甲基循环的流失通道，对于维持产物高稳态浓度不可或缺。
**组合菌株的最终性能与发酵放大**
整合全部有益突变的菌株（过表达*SAM2*-*MAT*、*PFK1*-*PYK1*、*MET6*-*MET14*、*NOX*、*MUP1*，敲除*CYS4*、*SPE2*、*SAH1*、*MHT1*、*ADK1*弱化）在优化培养基中摇瓶产量达6.5 g/L。5 L发酵罐分批补料培养，通过控制比生长速率和蛋氨酸流加策略，最终SAM产量高达**14.8 g/L**，生产强度达0.31 g/(L·h)，转化率（SAM/蛋氨酸）为32%，均为当时报道的酿酒酵母体系中的领先水平。菌株遗传稳定性良好，连续传代50代后产率未显著下降。
此外，转录组分析进一步揭示了代谢网络在改造后的全局响应：中心碳代谢、氨基酸合成和能量代谢相关基因表达上调，而氮分解代谢物阻遏效应被解除。这为理解高产表型提供了分子基础。
讨论与展望
该研究成功实践了系统代谢工程在酿酒酵母中强化SAM合成的“推-拉-阻”策略，通过多达十余个基因靶点的组合操作，实现了从底物摄取到产物封存的全程优化。与已有文献相比，14.8 g/L的发酵罐产量和较高的转化率体现了该策略的显著优势。尤为重要的是，对ATP和蛋氨酸前体库的双向强化，以及对SAM降解网络的彻底阻断，被证明是突破产量瓶颈的关键节点。
然而，挑战仍然存在。当前菌株发酵后期出现生长抑制和副产物积累（如乙醇），限制了更高密度的培养。未来可考虑通过进化工程或适应性实验室进化，提升菌株对高浓度SAM和蛋氨酸的耐受性；进一步精细调控合成途径酶的表达比例，减少中间代谢物积累负担。此外，在工业放大中，需开发更经济的蛋氨酸流加策略和下游分离工艺，以降低成本。
从更广阔的视角看，该研究所建立的多模块协同优化方法论，不仅适用于SAM生产，也为其他以氨基酸或核苷酸衍生物为目标产物的微生物制造提供了通用框架。随着基因组编辑技术和代谢模型的发展，更精细的动态调控开关及区室化工程有望使微生物细胞工厂更加、高效，推动SAM及同类高值化学品早日实现规模化绿色生产。
参考来源
Tan L, Zhang Y, Liu P, Wu Y, Huang Z. System metabolic engineering modification of *Saccharomyces cerevisiae* to increase SAM production. *Bioresources and Bioprocessing*, 2025. DOI: 10.1186/s40643-025-00858-9.
DOI: 10.1186/s40643-025-00858-9