来源：Coordinated metabolic and structural adaptation drives improved baking performance of a robust Saccharomyces cerevisiae strain in high-sugar dough（Food Research International）| 编译：DNA Lab Space | 原文许可：elsevier-subscription
导读
高糖及水果基质环境对商业烘焙酵母构成渗透、氧化等多重胁迫，导致发酵性能下降。本研究从天然酸面团中分离获得酿酒酵母菌株S4，系统比较了其与两株商业酵母在高蔗糖及浓缩苹果汁基质中的生长与发酵表现。结果显示S4在10%果汁添加条件下比容达4.75 cm³/g，超越商业菌株。全基因组测序、转录组与代谢组联合分析揭示了S4通过协调渗透保护、氧化还原稳态和壁膜完整性维持高糖发酵性能的机制，为工业菌株优化提供了新靶点。
研究背景
能够在高糖或水果基质中维持发酵的酵母菌株对现代烘焙、饮料及浓缩生物加工行业日益重要。然而，商业酿酒酵母在这些体系中常表现出延长的迟滞期、缓慢的CO₂释放、代谢过早停滞及质构缺陷。高糖浓度引发严重渗透胁迫，扰乱水稳态、营养摄取和能量生成，同时通过氧化还原失衡促进活性氧积累。在真实食品基质中，低pH和基质相关抑制化合物进一步损害膜完整性、蛋白质稳定性和细胞壁重塑。尽管酿酒酵母的胁迫响应已被广泛研究，但多数前期工作聚焦于限定实验室培养基中的单一胁迫因子，而工业发酵中渗透、氧化、酸性和基质相关胁迫同时存在且非线性交互作用。在此条件下，甘油合成、海藻糖积累、氧化还原缓冲和膜脂调整等保护性响应往往不足以防止代谢不稳定。
研究方法
2.1 菌株与培养条件
S4菌株分离自中国浙江温州采集的自然发酵酸面团。简要流程如下：将酸面团样品在无菌磷酸盐缓冲液（PBS；0.1 M，pH 7.0）中均质化，梯度稀释后涂布于含1%酵母提取物、2%蛋白胨、2%葡萄糖和2%琼脂的YPD琼脂平板。30°C培养48小时后，挑取形态 distinct 的酵母样菌落，在YPD琼脂上反复划线直至获得单菌落纯培养。纯化分离株命名为S4，根据初步高糖面团发酵性能从酸面团酵母库中选出，用于本研究的后续表征。商业菌株ACY297和ACY298被选为工业烘焙酵母基准——本研究聚焦高糖和水果强化烘焙发酵，应用相关性能取决于快速面团醒发、面包比容和瓤质构。ACY297通过重新培养安琪酵母股份有限公司的活性干酵母获得，ACY298通过重新培养乐斯福的商业鲜酵母获得。这两株菌代表常见的工业烘焙酵母形式，与商业面团发酵具有实际相关性。根据产品定位，两者均适用于高糖面团应用，使其成为评估S4在高糖烘焙条件下性能的合适对照。所有菌株通过内转录间隔区（ITS）测序进行分类学确认，使用引物ITS-F（5′-TCC GTA GGT GAA CCT GCG G-3′）和ITS-R（5′-TCC TCC GCT TAT TGA TAT GC-3′），靶向ITS1–5.8S–ITS2区域。种子培养物在YPD肉汤中于30°C、200 rpm培养12小时，在对数中期收获，对应600 nm光密度（OD₆₀₀）约0.8，用无菌PBS洗涤两次，立即用于下游实验。细胞浓度通过OD₆₀₀–菌落形成单位（CFU）校准曲线调整。
【数据】缓冲液：PBS（0.1 M，pH 7.0）；培养基：YPD（1%酵母提取物、2%蛋白胨、2%葡萄糖、2%琼脂）；温度：30°C；时间：48h（平板）/12h（种子）；转速：200 rpm；OD₆₀₀：约0.8；引物：ITS-F/ITS-R
2.2 生长动力学
生长动力学在96孔透明微孔板中监测，每孔工作体积200 μL（Corning，美国）。所有菌株在相同工作体积、密封、振荡和培养条件下测试。每块板设置仅含培养基的孔用于空白校正。由于微孔板中获得的OD₆₀₀值受光程长度和板几何形状影响，测量值用于同一测定格式内菌株间生长动力学的相对比较，而非绝对生物量测量。种子培养物以初始OD₆₀₀ 0.05接种，对应约4.1–5.1 × 10⁵细胞/mL（取决于菌株特异性OD₆₀₀–CFU校准曲线：S4：0.94 × 10⁷细胞·mL⁻¹·OD₆₀₀⁻¹；ACY297：0.82 × 10⁷细胞·mL⁻¹·OD₆₀₀⁻¹；ACY298：1.02 × 10⁷细胞·mL⁻¹·OD₆₀₀⁻¹），培养基为YPD或补充30%（w/v）蔗糖的YP。平板用透气膜密封，30°C连续轨道振荡（200 rpm，3 mm振幅）培养。使用微孔板读数仪（UVmini-1280，Shimadzu，日本）每10分钟记录OD₆₀₀。报告的OD₆₀₀值为空白校正后的微孔板读数。指数生长期通过ln(OD₆₀₀)对时间作图，使用滑动窗口线性回归识别。仅使用R² > 0.98的线性指数期窗口。指数期比生长速率μ(exp)计算为选定指数生长区间内所有空白校正OD₆₀₀数据点线性回归的斜率。倍增时间计算公式为：DT = ln2/μ(exp)，其中DT代表倍增时间，μ(exp)代表批培养指数期的比生长速率（Hartwell & Unger, 1977）。
【数据】工作体积：200 μL/孔；初始OD₆₀₀：0.05；接种量：4.1–5.1 × 10⁵细胞/mL；蔗糖浓度：30%（w/v）；温度：30°C；转速：200 rpm（3 mm振幅）；读数间隔：10 min；R²阈值：>0.98；校准曲线：S4 0.94×10⁷、ACY297 0.82×10⁷、ACY298 1.02×10⁷ 细胞·mL⁻¹·OD₆₀₀⁻¹
2.3 面包发酵与面团性能
面包面团采用中种法制作。中种包含90 g面包粉、54 g水和16 g蔗糖，接种对应每100 g面团1 × 10⁸ CFU的酵母。中种发酵在30°C、85%相对湿度下进行4小时，直至约2.5倍膨胀。最终面团通过添加60 g面粉、36 g水、12 g蔗糖、1.5 g NaCl和7.5 g无盐黄油制备，随后在立式搅拌机（Kenwood，英国）中揉捏约12分钟至面筋窗阶段。台面静置20分钟后，面团成型，放入涂油烘焙罐中，在30°C、85%相对湿度下醒发1小时。烘焙在层炉（Haoyue，中国）中170°C进行30分钟（Cha et al., 2024）。面包冷却至室温2小时后进行分析。冷却后记录面包重量，面包体积通过菜籽置换法测定。简要流程：将校准容器填充菜籽至固定体积，放入面包，收集并测量排出的菜籽。面包体积由排出菜籽体积计算，比容表示为每单位面包重量的面包体积（cm³/g）。瓤硬度通过质地剖面分析使用TA.XT Plus分析仪（Stable Micro Systems）配备P/36探头在50%压缩下测定。
【数据】中种配方：90 g面粉+54 g水+16 g蔗糖；接种量：1×10⁸ CFU/100 g面团；中种发酵：30°C、85% RH、4h、约2.5倍膨胀；最终面团：60 g面粉+36 g水+12 g蔗糖+1.5 g NaCl+7.5 g黄油；揉捏：约12 min；醒发：30°C、85% RH、1h；烘焙：170°C、30 min；冷却：2h；压缩：50%
2.4 水果来源提取物体系中的生长与发酵
为模拟应用相关的高糖水果基质，菌株在澄清苹果汁来源提取物的梯度稀释液（0–25%，v/v）中培养。提取物经离心（5000 ×g，10 min，4°C）和0.22 μm聚醚砜膜过滤。°Brix、pH、可滴定酸度和糖组成（葡萄糖、果糖、蔗糖）分别使用数字折射仪、校准pH计、NaOH滴定和高效液相色谱（HPLC；Aminex HPX87C）测定（Tanaka-Tsuno et al., 2007）。未稀释提取物含66°Brix，包括66.33 g/L果糖、151.99 g/L葡萄糖和176.81 g/L蔗糖，pH为4.21，代表与水果烘焙应用相关的高糖、低pH水果来源基质。特定酚类化合物未定量；因此，提取物体系用于评估菌株在复杂食品基质中的性能，而非将菌株差异归因于明确的酚类胁迫。提取物稀释液中的生长动力学按2.2节所述测定。对于面团发酵，用水替换为0–20%（v/v）提取物同时保持恒定水合度，发酵、烘焙和品质分析按2.3节所述进行。
【数据】离心：5000 ×g、10 min、4°C；滤膜：0.22 μm聚醚砜；提取物：66°Brix、pH 4.21；糖组成：果糖66.33 g/L、葡萄糖151.99 g/L、蔗糖176.81 g/L；稀释范围：0–25%（v/v，生长）/0–20%（v/v，面团）
2.5 全基因组测序与变异注释
使用TIANGEN酵母基因组DNA试剂盒提取基因组DNA，采用玻璃珠破碎法（FastPrep-24，6.0 m/s，4 × 40 s）（Taymaz-Nikerel et al., 2016）。DNA质量和浓度使用NanoDrop分光光度计和Qubit dsDNA HS检测试剂盒评估。制备双端文库（350 bp插入片段），在Illumina NovaSeq平台（PE150）上测序。原始读数使用Trimmomatic v0.39进行质量过滤（Q < 20修剪；最小长度35 bp），并使用FastQC v0.11.9评估。高质量读数使用BWA-MEM v0.7.17比对至酿酒酵母S288C参考基因组（R64–2-1）。比对结果使用SAMtools v1.13处理，重复读数使用GATK MarkDuplicates v4.2.6.1标记。变异使用GATK HaplotypeCaller v4.2.6.1调用，倍性设为2。单核苷酸多态性（SNP）和插入/缺失（Indel）使用标准QD < 2.0、FS > 60.0和MQ < 40进行过滤。结构变异使用DELLY v0.8.7检测，并使用SnpEff v5.1注释。含非同义变异的基因功能富集使用topGO v2.46.0和clusterProfiler v4.4.4进行，错误发现率（FDR）< 0.05。
【数据】破碎：FastPrep-24、6.0 m/s、4×40 s；文库：350 bp插入、PE150；过滤：Q<20修剪、最短35 bp；比对：BWA-MEM v0.7.17至R64–2-1；变异过滤：QD<2.0、FS>60.0、MQ<40；倍性：2；FDR：<0.05
研究结果
3.1 非胁迫与高蔗糖条件下的生长行为
为评估本研究操作定义下的鲁棒性，首先比较了三株酿酒酵母在非胁迫和高渗透条件下的生长恢复和细胞密度积累。在YPD中，所有菌株表现出几乎相同的生长动力学，迟滞期、指数期和稳定期重叠（图1a）。OD₆₀₀值在前2小时后同步增加，并在10–12小时收敛于约1.6–1.7。相应地，计算所得指数期比生长速率在菌株间相当，S4的μ(exp)值为0.72 h⁻¹，ACY297为0.80 h⁻¹，ACY298为0.72 h⁻¹，对应倍增时间分别为0.97、0.86和0.96小时（图1a和c）。这些结果表明S4在营养丰富、非胁迫条件下不具有内在生长速率优势。
相比之下，高蔗糖胁迫（YP + 30%蔗糖）下出现显著差异，S4表现出比商业菌株更快的胁迫后生长恢复和更高的细胞密度积累（图1b和c）。至10–12小时，S4达到OD₆₀₀约0.17–0.32，超过ACY298且为ACY297的两倍以上。这一优势贯穿指数期并延续至稳定期：S4最终达到OD₆₀₀约1.85–1.89，接近其在YPD中的终点值，而ACY298和ACY297在较低密度平台期（分别约1.60–1.64和1.38–1.40）。动力学分析进一步显示S4在30%蔗糖下维持更高的指数期比生长速率，S4的μ(exp)值为0.31 h⁻¹，ACY297为0.22 h⁻¹，ACY298为0.26 h⁻¹，对应倍增时间分别为2.26、3.05和2.66小时。因此，S4在高蔗糖胁迫下的优势既反映更早的生长恢复，也反映更强的指数期生长，而非仅是缩短的迟滞期。早期细胞密度积累进一步强化了这一层级，S4在30%蔗糖中4小时后达到OD₆₀₀ = 0.25，而ACY298为0.17，ACY297为0.10（图1d）。
菌株性能进一步在浓缩苹果汁提取物（66°Brix）及其稀释液构成的复杂水果来源基质中评估（图1e）。未稀释提取物完全抑制所有菌株的生长，与极端渗透压和低pH的联合效应一致。由于特定酚类化合物和其他微量抑制成分未定量，提取物结果在此解读为对复杂水果来源基质的响应，而非特定酚类胁迫反应的证据（Branco et al., 2025）。在两倍稀释时观察到有限生长，S4再次优于商业菌株。五倍稀释时出现明显分离——此时生长允许而渗透压仍显著：S4表现出更快的早期生长并达到更高的最终OD₆₀₀（约1.78），高于ACY298（约1.59）和ACY297（约1.45）。
【数据】YPD中μ(exp)：S4 0.72 h⁻¹、ACY297 0.80 h⁻¹、ACY298 0.72 h⁻¹；YPD倍增时间：S4 0.97h、ACY297 0.86h、ACY298 0.96h；30%蔗糖中10-12h OD₆₀₀：S4约0.17–0.32；最终OD₆₀₀（30%蔗糖）：S4约1.85–1.89、ACY298约1.60–1.64、ACY297约1.38–1.40；30%蔗糖μ(exp)：S4 0.31 h⁻¹、ACY297 0.22 h⁻¹、ACY298 0.26 h⁻¹；倍增时间：S4 2.26h、ACY297 3.05h、ACY298 2.66h；4h OD₆₀₀（30%蔗糖）：S4 0.25、ACY298 0.17、ACY297 0.10；五倍稀释最终OD₆₀₀：S4约1.78、ACY298约1.59、ACY297约1.45
3.2 水果强化体系中的面团发酵性能
随后在水果强化面团中评估应用相关鲁棒性——在此体系中酵母性能不仅取决于细胞生长，还取决于高糖、酸性和成分复杂基质中有效产气和持气能力（Li et al., 2021）。在所有添加水平下，S4生产的面包比容高于ACY297和ACY298，瓤硬度更低（图1f–h），表明其在高蔗糖条件下改善的生长恢复转化为更好的面团发酵性能。
在0%提取物时，所有菌株产生相对紧实的面包，反映基础面团体系中的基线发酵行为。由于配方已含添加糖，该水平差异主要反映菌株依赖性发酵动力学而非碳限制。在此条件下，S4表现出略大的面包膨胀和更软的瓤质构，表明其在面团发酵性能方面具有适度的内在优势。
低至中等提取物添加（5–10%）改善了所有菌株的面包体积和瓤柔软度，与额外可溶性固形物和水果来源基质成分支持酵母活性和持气性一致（Piechowiak et al., 2022）。然而，改善幅度在菌株间差异显著。在5%添加时，S4表现出比商业菌株更强的响应，提示其更有效地利用补充基质。最清晰的区分出现在10%添加时——S4达到最高比容（4.75 cm³/g）和最低瓤硬度（4.21 N）。该水平的瓤形态显示均匀、发育良好的孔结构，细胞壁连续（图1h），表明有效的CO₂产生和保留。尽管ACY297和ACY298也受益于提取物添加，两者产生的面包气室扩张较低且瓤较硬。
在较高添加水平（15–20%），所有菌株的面包品质下降，表明可溶性固形物、酸度和基质复杂性的增加超过了进一步补充的益处。值得注意的是，即使在这些更具限制性的条件下，S4仍比商业菌株保持更好的面包结构和柔软度，突显其对复杂水果来源面团条件的更广泛耐受性。
【数据】10%添加比容：S4 4.75 cm³/g；10%添加瓤硬度：S4 4.21 N；添加范围：0–20%（v/v）
3.3 S4中与胁迫适应性状相关的全基因组变异
S4在液体和面团发酵中表现出的显著生理优势推动了对可能与胁迫适应表型相关的遗传特征进行全基因组分析（图2）。全基因组重测序揭示大量基因组差异，检测到79,377个SNP和8772个Indel。尽管本研究中的表型比较是针对商业菌株ACY297和ACY298进行的，基因组变异使用酿酒酵母参考基因组（R64–2-1）作为变异调用和功能注释的标准框架进行注释。
由于倍性改变和非整倍体常促成工业酿酒酵母的胁迫耐受性，使用SNP等位基因频率分布和全基因组测序覆盖度评估基因组拷贝数状态。SNP等位基因频率在各染色体上主要聚集于约0.5（图2a），测序覆盖度在全基因组范围内相对均匀（图2b），与大体二倍体基因组背景一致，且无全染色体非整倍体证据。虽然不能排除局部拷贝数变异，这些分析支持使用基于二倍体的变异调用进行下游分析和解读。
含非同义突变基因的功能富集分析表明其在胁迫适应相关通路中的非随机分布（图2c）。富集的功能类别包括碳水化合物和氨基酸代谢、辅因子生物合成、膜转运、抗氧化活性和胁迫响应信号传导。KEGG通路分类进一步突出了与胁迫耐受性和发酵性能相关的中心代谢和细胞过程参与（图2d）。这些通路水平富集与S4在高蔗糖条件下表现出的增强生长恢复、氧化胁迫耐受性和发酵鲁棒性一致，但并非唯一解释（图1）。
为聚焦具有更高潜在功能影响的变异，筛选了108个携带大效应变异的基因，定义为预测非同义变化、结构变异或拷贝数相关改变，汇总于表S1（见补充材料）。这些候选基因映射至公认的胁迫相关系统，包括中心碳代谢及其调控（PDC1、GPM1、GCR1、GCR2、TYE7）、氧化胁迫防御……
【数据】SNP总数：79,377；Indel总数：8,772；大效应变异基因数：108；等位基因频率峰值：约0.5
讨论与解读
本研究鉴定S4为一株在高糖条件（与浓缩蔗糖和水果强化面团体系相关）下具有鲁棒性能的酿酒酵母。与商业菌株相比，S4表现出更快的渗透上移恢复、更高的早期细胞密度积累和改善的烘焙性能——包括更高比容和更低瓤硬度。多组学和生理学分析表明，该表型由协调的渗透和氧化胁迫管理策略支持，包括海藻糖和谷胱甘肽积累升高、胞内ROS降低以及细胞壁结构强化。整合转录组和代谢组数据进一步揭示与增强的中心碳代谢、扩大的抗氧化代谢物库以及对结构稳定性的优先投资一致的模式。综合来看，S4将渗透补偿、氧化还原稳定化和壁膜强化整合为连贯的适应程序，支持高渗透食品加工应用中的高效发酵。
编译者解读：该研究的方法学亮点在于将"鲁棒性"操作化定义为多维度可量化指标——生长恢复、细胞密度积累与实际烘焙产出——避免了单一指标评价菌株的局限性。S4菌株来自传统酸面团，这一筛选起点提示自然发酵体系仍是工业菌株开发的宝贵资源库。多组学整合策略（基因组+转录组+代谢组）有效关联了基因型与表型，但需注意：实验室高糖培养基与真实水果面团之间存在基质复杂性差异，文中提取物体系中酚类未定量也限制了机制归因的精确性。从合成生物学应用视角看，PDC1、GCR1等候选基因的鉴定为后续理性工程改造提供了直接靶点，但大效应变异的验证及在多样化工业基质中的表现仍需进一步考察。
参考来源
Chen A. Coordinated metabolic and structural adaptation drives improved baking performance of a robust Saccharomyces cerevisiae strain in high-sugar dough. Food Research International, 2026. DOI: 10.1016/j.foodres.2026.119731
DOI: 10.1016/j.foodres.2026.119731