来源：Development of robust dominant-metabolism compromised intermediate chassis of ethanologenic Saccharomyces cerevisiae for non-ethanol biochemical production（Bioresource Technology）| 编译：DNA Lab Space | 原文许可：elsevier-subscription
导读
酿酒酵母作为工业模式底盘菌株，其主导的乙醇合成途径长期制约着其他生化品的生产。本研究提出"优势代谢受损中间底盘"（DMCI）策略，通过引入异源2,3-丁二醇（2,3-BDO）途径并依次敲除全部三个丙酮酸脱羧酶基因（PDC1、PDC5、PDC6），重构了酿酒酵母的中心碳代谢。该平台进一步被改造为可生产d-乳酸、l-乳酸、l-苹果酸和琥珀酸等多种C2-C4化学品的通用底盘。补料分批发酵达到2,3-BDO 100 g/L、d-乳酸80 g/L、苹果酸55 g/L、琥珀酸30 g/L的产量。结合适应性实验室进化（ALE）获得的弱酸耐受突变体B3-ALE，该研究为低成本生产增值生化品提供了实用的酵母平台。
研究背景
资源短缺、环境污染与气候变化等全球性挑战日益严峻，可持续制造模式的需求愈发迫切。生物制造利用酶和生物催化剂等生物系统生产化学品、材料和燃料，是传统石油化工路线的重要替代方案。在这一生物基革命中，微生物细胞工厂（MCFs）作为将可再生原料转化为增值生物产品的变革性生物催化剂而崭露头角。然而，天然微生物往往不适合直接用于目标生化品的工业规模生产。为此，代谢工程策略通过将碳代谢流重新导向目标代谢物来构建高效MCFs，合成生物学则为MCFs的理性设计和系统改造提供了基础框架，包括基因元件的从头合成、复杂代谢途径的组装以及内源调控网络的重塑。
酿酒酵母是工业模式底盘，但其固有的乙醇优势代谢使其在生产其他生化品时面临碳流被乙醇途径大量占用的核心瓶颈。本研究采用DMCI底盘策略——先引入异源2,3-BDO途径作为"代谢桥梁"，再彻底敲除内源乙醇合成途径，以此重构中心碳代谢。选择2,3-BDO作为桥梁的原因是它恰好匹配乙醇途径中断后产生的过量NADH，且途径简单无分支、细胞毒性低。基因组规模模型被用于验证和优化DMCI底盘中碳流向2,3-BDO合成的分配。该平台随后被工程化改造以生产多种C2-C4化学品。为进一步提升有机酸生产的适配性，研究还采用适应性实验室进化获得了弱酸耐受突变体B3-ALE，并对其进行了基因组与功能分析。
研究方法
2.1 菌株与培养基
酿酒酵母BY4741作为构建生化品生产菌株的宿主。大肠杆菌DH5α用于质粒构建和基因操作。本工作使用的所有菌株和质粒列于表S4。大肠杆菌在37°C、250 rpm条件下培养于Luria-Bertani（LB）培养基（10 g/L蛋白胨、5 g/L酵母提取物、10 g/L NaCl）中，添加100 μg/mL氨苄青霉素或50 μg/mL卡那霉素。YPD培养基（10 g/L酵母提取物、20 g/L蛋白胨、20 g/L d-葡萄糖）用于酿酒酵母的培养和转化实验。YPG2R2培养基（10 g/L酵母提取物、20 g/L蛋白胨、20 g/L半乳糖、20 g/L棉子糖）用于酿酒酵母BY4741-WT、B1、B2和B3的诱导表达培养。
【数据】大肠杆菌培养温度：37°C；转速：250 rpm；LB培养基成分：10 g/L蛋白胨、5 g/L酵母提取物、10 g/L NaCl；抗生素浓度：100 μg/mL氨苄青霉素或50 μg/mL卡那霉素；YPD培养基成分：10 g/L酵母提取物、20 g/L蛋白胨、20 g/L d-葡萄糖；YPG2R2培养基成分：10 g/L酵母提取物、20 g/L蛋白胨、20 g/L半乳糖、20 g/L棉子糖
2.2 代谢途径构建
2,3-BDO合成途径涉及的三种酶来自作者前期工作（Yan et al., 2024a; Yang et al., 2016），包括：由PGAL7启动子过表达、来源于枯草芽孢杆菌的乙酰乳酸合酶（由Bsals2编码）；由PGAL1启动子驱动、来源于阴沟肠杆菌的α-乙酰乳酸脱羧酶（由EcaldC编码）和丁二醇脱氢酶（由bdh编码，受PGAL10启动子驱动）。d-乳酸和l-乳酸生产涉及分别来源于明串珠菌（Leuconostoc mesenteroides）和乳酸乳球菌（Lactococcus lactis）的d-乳酸脱氢酶（由LmldhA编码）和l-乳酸脱氢酶（由Llldh编码）。编码l-乳酸转运蛋白的基因PfFNT受PTEF1启动子驱动，来源于疟原虫（Plasmodium malariae）；编码四碳有机酸转运蛋白的基因SpMAE1受PPGK1启动子驱动，来源于裂殖酵母（Schizosaccharomyces pombe）。其中，Bsals2、EcaldC、bdh和LmldhA经密码子优化后由擎科（北京）合成，Llldh、PfFNT和SpMAE1经密码子优化后由Genewiz（广州）合成。本研究使用的其他所有基因、启动子和终止子均从酿酒酵母S288C基因组中克隆。
【数据】启动子：PGAL7、PGAL1、PGAL10、PTEF1、PPGK1；基因来源：Bsals2（枯草芽孢杆菌）、EcaldC和bdh（阴沟肠杆菌）、LmldhA（明串珠菌）、Llldh（乳酸乳球菌）、PfFNT（疟原虫）、SpMAE1（裂殖酵母）；基因合成公司：擎科（北京）、Genewiz（广州）
2.3 基因操作
酿酒酵母BY4741用作所有基因操作的宿主菌株。本研究使用的所有引物由擎科（武汉）合成，列于表S5。不同表达元件（包括启动子、目标基因和终止子）的构建在初级载体（HcKan_P-Promoter、HcKan_O-ORF和HcKan_T-Terminator）中进行，参考T5核酸外切酶试剂盒（NEB，美国）的操作说明。使用Golden Gate组装试剂盒构建基因表达盒质粒。所有片段和质粒均通过Sanger测序（擎科，北京）确认。用于基因删除和整合的表达盒通过融合聚合酶链式反应组装，并按照先前报道的方法（Tang et al., 2023）进行同源重组。具体而言，选取整合位点上下游各600 bp片段作为同源臂。上游片段、表达盒、氨基酸营养缺陷标记/抗性基因标记和下游片段使用高保真DNA聚合酶（Vazyme，南京）扩增，相邻片段之间至少有60 bp作为同源臂。所有片段通过醋酸锂转化法共转化至酿酒酵母感受态细胞中。转化后，细胞涂布于补充相应氨基酸缺陷或添加抗生素的YPD选择性培养基上，于30°C培养3–5天。初步验证通过菌落PCR进行，随后提取阳性菌株基因组DNA进行进一步验证。
【数据】同源臂长度：600 bp；相邻片段同源臂长度：≥60 bp；转化方法：醋酸锂法；培养温度：30°C；培养时间：3–5天；DNA聚合酶：高保真（Vazyme，南京）
2.4 有机酸耐受性研究
YPD培养基用于酿酒酵母的培养。LB培养基用于大肠杆菌的培养。RMG5培养基（10 g/L酵母提取物、2 g/L KH2PO4、50 g/L d-葡萄糖）用于运动发酵单胞菌（Z. mobilis）的培养。有机酸耐受性分析培养基为分别添加不同浓度（0、20、40、60和80 g/L）d-乳酸、l-苹果酸、富马酸和琥珀酸的LB、RMG5和YPD培养基，用于培养大肠杆菌、运动发酵单胞菌和酿酒酵母。所有菌株在含40 mL相应培养基的50 mL摇瓶中培养，初始OD600nm值为0.1。大肠杆菌在37°C、250 rpm条件下培养，运动发酵单胞菌在33°C、100 rpm条件下培养，酿酒酵母在30°C、250 rpm条件下培养。发酵过程中在不同时间点用紫外分光光度计（UV-1800，AOE，中国）测量OD600nm监测细胞生长。
【数据】有机酸浓度梯度：0、20、40、60、80 g/L；有机酸种类：d-乳酸、l-苹果酸、富马酸、琥珀酸；初始OD600nm：0.1；培养体积：40 mL/50 mL摇瓶；大肠杆菌培养条件：37°C、250 rpm；运动发酵单胞菌培养条件：33°C、100 rpm；酿酒酵母培养条件：30°C、250 rpm；RMG5培养基成分：10 g/L酵母提取物、2 g/L KH2PO4、50 g/L d-葡萄糖
2.5 适应性实验室进化
菌株筛选实验使用自动微生物适应性进化仪器EVOL cell（洛阳华清天牧生物科技有限公司，洛阳，中国）进行，该仪器可实现菌株连续数天的发酵并持续监测微生物生长。以d-乳酸作为选择压力，持续调节YPRG培养基（含10 g/L棉子糖、10 g/L半乳糖、10 g/L酵母提取物和20 g/L蛋白胨）的pH。在适应性实验室进化过程中，d-乳酸浓度从30 g/L逐步增加至40 g/L，相应pH从3.2降至2.5。
【数据】进化仪器：EVOL cell；YPRG培养基成分：10 g/L棉子糖、10 g/L半乳糖、10 g/L酵母提取物、20 g/L蛋白胨；d-乳酸浓度范围：30→40 g/L；pH范围：3.2→2.5
2.6 摇瓶和补料分批发酵
挑取单菌落接种至含5 mL YPD培养基的30 mL试管中，根据改造菌株的生长速率培养24–72小时至对数期。随后将培养物转移至含50 mL YPD培养基的100 mL摇瓶中，种子液制备的最终OD600nm值为4–6。种子液经收集并洗涤两次后，以初始OD600nm值为1.0接种至含50 mL相应YPD培养基的250 mL摇瓶中。摇瓶在30°C、250 rpm条件下振荡培养。发酵期间在不同时间点用分光光度法在600 nm处测定吸光度值监测细胞生长。样品以12,000 rpm离心5–10分钟，收集的上清液经0.22 μm滤膜过滤，如需后续HPLC分析则储存于-80°C。摇瓶法生产2,3-BDO和乙偶姻时，种子液接种至含50 mL YPD20培养基的250 mL摇瓶中，于30°C、250 rpm条件下培养。摇瓶法生产d-乳酸、l-乳酸、l-苹果酸和琥珀酸时，种子液转移至含50 mL YPD2培养基的250 mL摇瓶中，于30°C、250 rpm条件下培养，并补充10 g/L CaCO3以控制发酵过程中的pH。补料分批发酵在1 L生物反应器中进行，种子液接种至400 mL初始YPD10培养基中，搅拌速度设定为500 rpm，发酵温度维持在30°C。此外，补充5 M NaOH溶液作为中和剂以维持整个发酵过程中pH为6.5。补料糖浓度为500 g/L。
【数据】种子液OD600nm：4–6；发酵初始OD600nm：1.0；摇瓶培养条件：30°C、250 rpm；离心条件：12,000 rpm、5–10 min；滤膜孔径：0.22 μm；储存温度：-80°C；2,3-BDO/乙偶姻生产培养基：YPD20；有机酸生产培养基：YPD2 + 10 g/L CaCO3；补料分批发酵：1 L反应器、400 mL YPD10初始培养基、500 rpm、30°C、5 M NaOH维持pH 6.5、补料糖浓度500 g/L
2.7 RNA提取与下一代测序
在不同条件下的指数期收集样品，随后由GENEWIZ（苏州）使用Illumina HiSeq 2000双端测序技术进行RNA-Seq。RNA-Seq Fastq数据质量使用FastQC程序检查。通过质量控制的读段导入CLC Genomics Workbench（版本14.0，Invitrogen，CA，USA）进行读段修剪和RNA-Seq分析，以计算每个基因的RPKM值。基因表达归一化、方差分析（ANOVA）和层次聚类分析均在CLC Genomics Workbench中进行。
【数据】测序平台：Illumina HiSeq 2000双端测序；分析软件：FastQC、CLC Genomics Workbench 14.0；基因表达指标：RPKM；统计方法：ANOVA、层次聚类分析
研究结果
3.1 应用DMCI策略重构产乙醇酿酒酵母用于非乙醇生化品生产
本研究选用酿酒酵母进行有机酸生产，原因在于其与大肠杆菌和运动发酵单胞菌相比具有天然的酸性pH耐受性。例如，当d-乳酸浓度从0 g/L增加到80 g/L时，酿酒酵母的生长速率从0.39 h⁻¹下降至0.24 h⁻¹，而大肠杆菌的生长速率则从0.91 h⁻¹骤降至0.11 h⁻¹（图S1）。前期研究已通过酶约束基因组规模模型（ecGEM）预测，在乙醇阻断菌株中向酿酒酵母引入2,3-BDO途径会导致厌氧条件下2,3-BDO与甘油的偶联生产。本研究选择2,3-BDO作为DMCI桥梁，因为它能有效匹配乙醇途径中断后产生的过量NADH。2,3-BDO途径简单且无分支，便于快速敲除或下调。更重要的是，它直接源自中心丙酮酸节点，有助于维持碳流向C2-C4生化品的集中分配。此外，与有机酸或醛类不同，2,3-BDO即使在高滴度下也表现出低细胞毒性，从而确保底盘菌株的稳健生长和高效率生产。
DMCI策略随后被用于构建2,3-BDO DMCI底盘：先将受半乳糖诱导启动子调控的2,3-BDO代谢途径引入酿酒酵母，再依次敲除PDC1、PDC5和PDC6基因以消除乙醇生物合成（图1），并通过RNA-seq转录组学进一步分析。此外，还基于2,3-BDO DMCI底盘构建了一系列重组菌株，用于从葡萄糖生产乙偶姻、d-乳酸、l-乳酸、琥珀酸和l-苹果酸等生化品。
为获得完全丙酮酸脱羧酶阴性的菌株，首先将人工设计的异源2,3-BDO途径（als2-aldC-bdh）引入酿酒酵母（图1a）。如图1b所示，野生型酿酒酵母BY4741产生大量乙醇和少量2,3-BDO。随后在PDC5染色体位点引入受半乳糖诱导启动子调控的合成2,3-BDO代谢途径，获得重组菌株BY4741-B1，其乙醇和2,3-BDO产量发生显著变化。为进一步提高2,3-BDO产量并降低乙醇滴度，敲除PDC1基因获得重组菌株BY4741-B2，该菌株产14.4 g/L 2,3-BDO且不产乙醇。然而，先前报道表明PDC1和PDC5缺失后PDC6被激活，这与BY4741-B2菌株在后期世代中乙醇生产恢复的研究结果一致（表S1）。因此，为彻底消除乙醇产生，在BY4741-B2基础上敲除PDC6基因，获得重组菌株BY4741-B3，该菌株产11 g/L 2,3-BDO和4 g/L乙偶姻。尽管PDC6敲除导致完全氧化还原失衡，使2,3-BDO产量较B2菌株下降并积累中间产物乙偶姻，但实现了乙醇的完全消除。此外，在这些培养条件下未检测到甘油产生。这是因为2,3-BDO合成在厌氧条件下每摩尔产物消耗1摩尔NADH，在有氧条件下消耗2摩尔NADH，恰好匹配酵母乙醇发酵中断后产生的过量NADH，优于甘油或丙酮酸/乙酸途径。
【数据】酿酒酵母生长速率变化（d-乳酸0→80 g/L）：0.39→0.24 h⁻¹；大肠杆菌生长速率变化：0.91→0.11 h⁻¹；BY4741-B2产量：14.4 g/L 2,3-BDO、无乙醇；BY4741-B3产量：11 g/L 2,3-BDO、4 g/L乙偶姻、无乙醇、无甘油；基因敲除：PDC1、PDC5、PDC6
3.2 DMCI底盘的生化生产潜力——酵母模型分析
为进一步分析引入2,3-BDO生物合成途径对酿酒酵母代谢通量的影响，研究使用模型ecYeast 9.0计算了厌氧和有氧条件下2,3-BDO生产的代谢通量速率和理论产量（图2）。模型还预测了磷酸戊糖途径（PPP）和TCA循环通量的调整，这些调整优化了辅因子平衡和碳分配，以支持增强的2,3-BDO生产。在野生型背景下（图2a），中心碳代谢的代谢通量在厌氧和有氧条件下发生变化。厌氧条件下更多碳通量流向甘油，而有氧条件下更多碳通量流向2,3-BDO，这与先前结果一致。相比之下，敲除PDC1、PDC5和PDC6完全消除了乙醇产生（图2b），将丙酮酸通量完全重定向至2,3-BDO生物合成。代谢通量值显示2,3-BDO途径的通量大幅增加，尤其在厌氧条件下，伴随副产物形成的相应减少。有氧条件进一步调节了通量分布——氧化磷酸化通量增加，发酵途径依赖降低，但由于呼吸作用导致的碳损失最小化，2,3-BDO产量在厌氧条件下仍保持最高。这些计算机模拟结果证实，通过PDC敲除消除乙醇途径是最大化2,3-BDO产量的关键步骤，并展示了氧气可用性如何调节中心碳代谢的通量，为后续菌株工程提供了理性基础，指导PDC缺陷菌株的构建并通过发酵实验验证。
为系统评估酵母生产C2-C4平台生化品的生物合成潜力，使用基因组规模代谢模型Yeast 9.0和ecYeast 9.0预测了厌氧和有氧条件下C2-C4平台生化品的代谢通量速率和理论产量，结果汇总于表1。表1中2,3-BDO（PDC敲除）的加粗条目反映PDC缺陷的DMCI底盘菌株的模拟条件，其余条目对应野生型酿酒酵母菌株的计算条件。这些计算机模拟分析为评估酵母对每种目标化合物的生物合成潜力，以及氧气可用性和CO₂补充对生产效率的影响提供了定量框架。对于C2和C3代谢物，乙醇和乳酸在厌氧和有氧条件下表现出相同的通量速率和产量，均为2.00 mol/mol，反映了其核心生物合成途径对氧气水平的稳健性。相比之下，1,3-PDO表现出明显的有氧优势——其理论产量在有氧条件下增加了37%，这得益于通量速率从1.09 mol/mol葡萄糖上升至1.46 mol/mol葡萄糖。在C4代谢物中，异丁醇和2,3-BDO在厌氧和有氧条件下表现出不变的通量速率和产量，分别为1.00 mol/mol和1.09 mol/mol。在PDC敲除背景下，2,3-BDO通量略有变化，表明其生物合成途径与PDC活性和氧气可用性均相关。对于二羧酸，外源CO₂补充成为提高生产效率的关键因素。在厌氧和有氧条件下，CO₂补充使理论产量提高14–33%，其中苹果酸和富马酸的效果最为显著，从1.50提高至2.00 mol/mol。对于琥珀酸，CO₂补充使通量从1.50增加至1.71 mol/mol葡萄糖，产量从0.98提高至1.12 g/g，增加14%。这些发现强调了羧化反应在二羧酸生物合成中的普遍重要性，并确定了CO₂供应是提升产量的关键因素。
【数据】乙醇/乳酸通量与产量：2.00 mol/mol（厌氧/有氧相同）；1,3-PDO通量：1.09→1.46 mol/mol葡萄糖（有氧），产量提高37%；异丁醇通量与产量：1.00 mol/mol；2,3-BDO通量与产量：1.09 mol/mol；CO₂补充使二羧酸理论产量提高14–33%；苹果酸/富马酸产量：1.50→2.00 mol/mol；琥珀酸通量：1.50→1.71 mol/mol葡萄糖，产量0.98→1.12 g/g（+14%）
3.3 DMCI底盘向非乙醇化学品生产菌株的拓展
基于2,3-BDO DMCI底盘（菌株B3），进一步构建了多种非乙醇化学品的生产菌株（图3）。从葡萄糖出发的生化品代谢途径如图3a所示。通过将2,3-BDO中间底盘改造为d-乳酸、l-乳酸、l-苹果酸和琥珀酸生产菌株（图3b），系统评估了该底盘的模块化拓展能力。摇瓶发酵结果（图3c-f）显示，各生产菌株均能有效将碳流导向目标产物，验证了DMCI底盘作为通用平台用于多种C2-C4化学品生产的可行性。
【数据】生产目标：d-乳酸、l-乳酸、l-苹果酸、琥珀酸；发酵方式：摇瓶发酵（原文未详述各产物具体摇瓶产量数值）
3.4 DMCI底盘的补料分批发酵性能与碳代谢基因转录变化
补料分批发酵进一步验证了DMCI底盘的多产品工业生产能力（图4）。B3衍生菌株在1 L生物反应器中分别实现了2,3-BDO、d-乳酸、l-乳酸、l-苹果酸和琥珀酸的高效生产。发酵过程中相关碳代谢基因的转录水平变化也被系统分析，揭示了不同生产条件下中心碳代谢的转录调控特征。
【数据】发酵规模：1 L生物反应器；产物种类：2,3-BDO、乙偶姻、d-乳酸、l-乳酸、l-苹果酸、琥珀酸（原文未详述图4中各产物具体产量数值）
3.5 d-乳酸耐受酵母菌株的适应性实验室进化与表型验证
为进一步提升DMCI底盘对有机酸胁迫的耐受性，研究以d-乳酸为选择压力对菌株进行了适应性实验室进化（ALE）。进化工作流程如图5a所示，从菌株构建到适应性监测全程自动化进行。在100天的进化过程中，d-乳酸浓度从30 g/L逐步提高至40 g/L，碳源从棉子糖/半乳糖切换为葡萄糖（图5b）。进化后的菌株在含d-乳酸的培养基中表现出显著改善的生长性能。中间底盘菌株在不同d-乳酸浓度下的生长曲线如图5c所示，验证了ALE策略在提升菌株有机酸耐受性方面的有效性。
【数据】进化时间：100天；d-乳酸浓度：30→40 g/L；碳源切换：棉子糖/半乳糖→葡萄糖
3.6 各突变对d-乳酸耐受性的功能验证
对B3-ALE突变体进行基因组分析，鉴定出与细胞壁完整性、膜运输和氧化应激响应相关的基因突变，共获得6个弱酸耐受相关生物元件。为验证每个鉴定突变对d-乳酸耐受性的贡献，研究构建了携带各突变的菌株并测定了其生长速率（图6）。统计分析采用双尾Student t检验，其中ns表示无显著差异（P值>0.05），*表示显著差异（0.01 【数据】突变基因功能类别：细胞壁完整性、膜运输、氧化应激响应；弱酸耐受生物元件数量：6个；统计方法：双尾Student t检验（ns：P>0.05；*：0.01 本研究通过整合DMCI策略与ALE，建立了稳健且多功能的酿酒酵母底盘，用于C2-C4平台化学品的可持续生产。这一综合策略解决了酵母代谢工程中的两个基本挑战——碳流向乙醇的偏转和酸性pH敏感性，为开发高性能微生物细胞工厂提供了可扩展的蓝图。 研究首先证明了DMCI策略的跨物种适用性。虽然该策略最初在运动发酵单胞菌中实现，但适配至酿酒酵母需要完全敲除全部三个丙酮酸脱羧酶基因才能获得稳定的乙醇阴性表型。所得的2,3-BDO生产中间底盘有效重定向了中心碳通量，发酵数据和基因组规模代谢建模均证实了这一点。从这一单一底盘出发构建d-乳酸、乙偶姻和苹果酸等多种生产菌株，凸显了其模块化特性，并证实消除乙醇形成可释放丙酮酸用于多种产物途径。补料分批发酵验证了该底盘的工业潜力——2,3-BDO达到100 g/L、d-乳酸80 g/L、l-乳酸55 g/L、苹果酸55 g/L、琥珀酸30 g/L的高产量，且全程未检出乙醇，使其成为优于乙醇仍为主要副产物的菌株的替代方案。此外，通过ALE开发的弱酸耐受突变体B3-ALE，结合基因组和功能分析鉴定出多个与弱酸耐受相关的生物元件，为有机酸生产提供了更具环境适应性的底盘菌株。 编译者解读：该研究的核心价值在于"先拆后建"的策略逻辑——不是简单地在产乙醇酵母中弱化竞争途径，而是彻底敲除全部PDC基因后用2,3-BDO途径作为NADH再平衡的"代谢缓冲垫"，从根本上解放了丙酮酸节点。这种中间底盘设计具有平台化潜力，一个底盘可衍生多种产品。ALE与基因组分析结合挖掘弱酸耐受元件，也体现了"进化+理性设计"的互补思路。不过，多基因敲除导致的生长缺陷和氧化还原失衡仍是实际应用中的潜在瓶颈，B3菌株2,3-BDO产量低于B2即为佐证。未来若能将ALE筛选到的耐受突变逆向整合回底盘，有望进一步释放该平台的工业潜力。 Zhou Q. Development of robust dominant-metabolism compromised intermediate chassis of ethanologenic Saccharomyces cerevisiae for non-ethanol biochemical production. Bioresource Technology, 2026. DOI: 10.1016/j.biortech.2026.134731 DOI: 10.1016/j.biortech.2026.134731
讨论与解读
参考来源